معلومة

C3: أطواف الدهون - علم الأحياء

C3: أطواف الدهون - علم الأحياء


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

لا يتم توزيع الدهون بشكل غير متماثل فقط بين منشورات طبقة ثنائية ، بل يتم توزيعها أيضًا بشكل غير متماثل داخل نشرة واحدة. غالبًا ما تتجمع بعض الدهون داخل المنشور لتكوين "أطواف" دهنية يمكن اعتبارها ناتجة عن فصل الطور الجانبي للدهون داخل نشرة واحدة من الطبقة الثنائية. يمكن أن تتسبب الكاتيونات ثنائية التكافؤ مثل الكالسيوم ، والتي يمكن أن ترتبط بـ PLs سالبة الشحنة مثل PS ، في تكوين "أطواف" من PS ، مما يؤدي إلى عدم تناسق جانبي داخل منشورات من طبقة ثنائية. يبدو أن الأطواف أيضًا غنية بالكوليسترول والدهون بالأحماض الدهنية المشبعة ، وخاصة الشحميات السفينجولية ، مما يؤدي إلى مناطق من التعبئة المحسنة وتقليل السيولة. يعمل الكوليسترول على استقرار التعبئة في المساحات التي تتكون من الدهون ذات مجموعات الرأس الكبيرة.

يبدو أن الكوليسترول يلعب دورًا رئيسيًا في تكوين أطواف الدهون. إنه مستو وغير مرن ويمكن أن يحزم بشكل أفضل مع سلاسل الأحماض الدهنية المشبعة ويمكن أن يحفزها أيضًا على الاستطالة لتشكيل هياكل متعرجة منخفضة الطاقة تكون فيها جميع مجموعات الميثيلين مضادة. سوف تمثل طوافات الدهون مرحلة دهنية أكثر ترتيبًا (Lo) مقارنةً بالمرحلة المحيطة الأكثر اضطرابًا (Ld). وبالمقارنة أيضًا ببنية الجلسروفوسفوليبيد ، فإن الذرات الموجودة في المنطقة التي تربط مجموعة الرأس وسلاسل الأحماض الدهنية غير القطبية في السفينجوليبيدات لديها احتمالية أكبر لتفاعلات الرابطة H مع الكوليسترول والدهون السفينجولية الأخرى ، كما هو موضح أدناه.

الشكل: مقارنة بين هيكل مجموعة رأس الجلسرين والسفينجوزين

ربما تربط الأطواف أو تستبعد ارتباط الجزيئات البيولوجية الأخرى مثل البروتينات. يتم تعديل بعض البروتينات كيميائيًا باستخدام مجموعة glycosylphosphoinositol (GPI) عند نهاية الكربوكسي. يمكن لمجموعة PI أن تدخل في الغشاء ، مما يثبت البروتين في الطبقة الثنائية. يبدو أن البروتين أيضًا يحفز تكوين الطوافة. يبدو أن أطواف الدهون غنية بالبروتينات المثبتة على GPI. أظهرت الدراسات الحديثة أن فيروس الإيبولا يتفاعل مع أطواف الدهون في عملية الدخول والخروج من الخلية المصابة. تشارك الأطواف أيضًا في كيفية إحساس الخلايا ببيئتها والاستجابة لها. يمكن لجزيئات الإشارات الموجودة على السطح الخارجي للخلية أن تربط بروتينات المستقبل في الغشاء. كما سنرى لاحقًا ، تشير التغييرات التوافقية في بروتين المستقبل إلى داخل الخلايا إلى أن المستقبل مرتبط برباط. بمجرد الارتباط ، يمكن للمستقبل أن يتحرك في الغشاء وغالبًا ما يتجمع في أطواف ورقية خارجية تحتوي على الكوليسترول والدهون السفينجولية. كما لوحظ وجود طوافات ورقية داخلية. يوضح الشكل أدناه نسختين من نسخة متحركة لطوافة دهنية. تمثل الأشكال الكبيرة بروتينات الغشاء الموجودة بشكل انتقائي في الأطواف (موضوع سيتم مناقشته في الفصل 2G). أحدث تعريف لطوف الدهون هو تجميعات نانوية للدهون السفينجولية والكوليسترول والبروتينات التي يمكن تثبيتها في منصات.

الشكل: أطواق الدهون المخصب في SM والكوليسترول (لقطة شاشة من: multimedia.mcb.harvard.edu/anim_innerlife.html)


تورط طوافة الدهون في نمو خلايا الخميرة وموتها

اكتسبت الفكرة القائلة بأن الأغشية الخلوية تحتوي على مجالات دقيقة متميزة ، تعمل كسقالات لعمليات نقل الإشارة ، زخمًا كبيرًا. على وجه الخصوص ، يُعتقد أن فئة من هذه المجالات الغنية بالدهون السفينجولية والكوليسترول ، والتي يطلق عليها أطواف الدهون ، تقسم غشاء البلازما ، ولها أدوار مهمة في إشارات البقاء وموت الخلايا في خلايا الثدييات. وبالمثل ، فإن أطواف دهون الخميرة هي مجالات غشائية غنية بالدهون السفينغولية والإرجوستيرول ، نظير الخميرة للكوليسترول في الثدييات. تم تحديد المجالات الغشائية الغنية بالستيرول في العديد من الأنواع الفطرية ، بما في ذلك الخميرة الناشئة Saccharomyces cerevisiae ، الخميرة الانشطارية Schizosaccharomyces pombe وكذلك مسببات الأمراض Candida albicans و Cryptococcus neoformans. شاركت أطواف الخميرة بشكل أساسي في تهريب الأغشية ، ولكن الأدلة المتزايدة تشير إلى تورط الطوافات في مجموعة واسعة من العمليات الخلوية الإضافية. تحتوي أطواف دهون الخميرة على بروتينات مهمة بيولوجيًا تشارك في الوظيفة المناسبة للخميرة ، مثل البروتينات التي تتحكم في توازن Na (+) و K (+) و pH ، والتي تؤثر على العديد من العمليات الخلوية ، بما في ذلك نمو الخلايا وموتها. تؤثر مكونات الطوافة الغشائية على حساسية الدواء ، وتؤدي الأدوية التي تتفاعل مع الستيرولات إلى تغيير تكوين الطوافة وسلامة الغشاء ، مما يؤدي إلى موت خلايا الخميرة. نظرًا لقابلية التتبع الوراثي للخميرة ، يمكن أن يكون تحليل أطواف الخميرة نموذجًا ممتازًا للتعامل مع الأسئلة التي لم تتم الإجابة عليها لبيولوجيا طوافة الثدييات ، وفهم دور أطواف الدهون في تنظيم موت الخلايا والبقاء على قيد الحياة في الخلايا البشرية. قد تؤدي الرؤية الأفضل في بيولوجيا الطوافة إلى تصور مناهج جديدة بوساطة الطوافة لعلاج الأمراض البشرية حيث يكون تنظيم موت الخلايا والبقاء على قيد الحياة أمرًا بالغ الأهمية ، مثل السرطان والأمراض التنكسية العصبية.

الكلمات الدالة: S. cerevisiae موت الخلايا ergosterol أيون التوازن الشحمي أطواف الغشاء مجالات نقل المغذيات الخميرة.


أوبسة

Jedním z klíčových rozdílů mezi lipidovými rafty a plazmatickou membránou، z které jsou rafty odvozeny، jejich lipidové složení. Lipidové rafty obvykle obsahují 3 až 5násobné množství cholesterolu než okolní dvojvrstva. Jsou také obohaceny o sfingolipidy، jako je například sfingomyelin، kterého je zde typicky o 50٪ více než v plazmatické membráně. Aby byl vykompenzován zvýšený obsah sfingolipidů ، mají lipidové rafty snížený obsah fosfatidylcholinu ، což vede k přítomnosti podobného množství okipidů obsahujícíchíchcolin vlnazé Se sfingolipidy přednostně interaguje الكوليسترول ، a to díky jejich struktuře a nasycenosti uhlovodíkových řetězců. Ačkoli ne všechny fosfolipidy v raftech jsou zcela nasycené، hydrofobní řetězce lipidů obsažených v raftech jsou více nasycené a pevněji uspořádané než lipidy v okolní dvojvrstvě. [4] Cholesterol v raftech funguje jako dynamické "lepidlo" ، a drží je tak pohromadě. [3] V lipidových raftech se cholesterol převážně nachází díky rigidnímu charakteru jeho sterolové skupiny، která zapadá mezi rovné nasycené acylové etězce lipidů. [4] Důležitou vlastností membránových lipidů je jejich amfipatický charakter. Amfipatické lipidy mají polární hydrofilní skupinu nepolární hydrofobní oblast. [6] Obrázek vpravo ukazuje tvar sfingomyelinu (převrácený kužel) a cholesterolu (kužel) a jejich hydrofobní a hydrofilní oblasti. الكوليسترول má schopnost vmezeřit se mezi lipidy v raftu، a slouží tak jako molekulární vložka a vyplňuje prázdná místa mezi asociovanými sfingolipidy. [7]

Rietveld a Simons dali lipidové rafty v modelových membránách do spojitosti s nemísitelností uspořádané (Lo fáze) a neuspořádané (Ld nebo Lα fáze) tekuté fáze. [8] Píčina této nemísitelnosti je nejistá، ale má se za to، že nemísitelnost minizuje volnou energii mezi oběma fázemi.

Lipidové rafty mohou být při nízkých teplotách (např. 4 ° C) z okolní plazmatické membrány extrahovány pomocí neiontových detergentů، jako jsou například Triton X-100 a Brij-98. منظف ​​Je-li takový přidán k buňkám ، سائل سائل ní plazmatická membrána se rozpustí ، zatímco lipidové rafty zůstanou nerozpuštěny a mohou být extrahovány.

Lipidové rafty jsou často kvůli jejich složení a rezistenci vůči detergentům také nazývány GEMs (النطاقات الدقيقة المخصبة بالجليكوليبيد) nebo DRM (أغشية مقاومة للمنظفات). [9] Nicméně platnost metodiky pracující s rezistencí raftů vůči detergentům byla zpochybněna ، a to kvůli nejasnostem ohledně lipidů a proteinů a pozorování ، že jsou schopntchopchly vyvnik ، [10]

Až do roku 1982 bylo v souladu se Singer-Nicolsonovým modelem tekuté mozaiky، publikovaným v roce 1972، široce přijímáno، že fosfolipidy a membránové protein jsou v buněčných membránáchmástáhodně. [4] [11] V 70.letech ale Stier & amp Sackmann a Klausner & amp Karnovsky s použitím biofyzikálních přístupů postulovali membránové mikrodomény. [12] [13] Tyto mikrodomény byly přisouzeny fyzikálním vlastnostem a Organizaci lipidových směsí (Stier & amp Sackmann [12] a Israelachvili et al. [14]). V roce 1974 vedl objev efektů teploty na chování membrány k návrhu "lipidových shluků" v membráně a v roce 1975 data naznačila، že by tyto shluky mohly být kvazikrystalick crystalmi oblasti obklopenov V roce 1978 vedly rentgenové difrakční studie k dalšímu vývoji tohoto modelu a mikrodomény byly Definovány jako "lipidy ve více uspořádaném stavu". V roce 1982 Karnovsky a spolupracovníci formálně stvrdili koncept lipidových domén v membránách. Karnovského výzkum ukázal heterogenitu v délce života 1،6-difenyl-1،3،5-hexatrienu، což indikovalo، že v lipidovém prostředí membrány se nachází několik fází. [4] Jeden نوع mikrodomén je tvořen كوليسترول sfingolipidy. Biltonen، Thompson a jejich spolupracovníci ukázali، že se vytváří díky segregaci těchto lipidů do oddělené fáze. [15] Poté bylo ukázáno ، že tyto membrány موجودوجي في buněčných membránách. [16] Později se Kai Simons z Německa a Gerrit van Meer z Nizozemska znovu zaměřili na tyto membránové mikrodomény obohacené o lipidy، cholesterol، glykolipidy a sfingolipidy přítomnéi [vbránánchled]. Původní koncept raftů byl využit pro vysvětlení transportu cholesterolu z trans Golgi váčků na plazmatickou membránu، což bylo dále rozvinuto Simonsem a Ikonenovou. [18] V roce 2006 byly na symposiu (Keystone Symposium of Lipid Rafts and Cell Function) lipidové rafty Definovány jako "malé (10-200 nm)، heterogenní، velmi dynamické، na steroly a sfingolipidy bohaté domény، kompartmentalizujétéfécí، kompartmentalizujétéfécí. mohou být někdy stabilizovány a tvoří větší platformy pomocí protein-proteinových interakcí. " V posledních letech se výzkum lipidových raftů snaží odpovědět na klíčové otázky، které vyvolávají kontroverzi v této oblasti a týkají se například velikosti a délafky života. [4]

Byly navrženy dva typy lipidových raftů: planární lipidové rafty (také nazývané jako nekaveolární nebo glykolipidové) a kaveoly. Planární rafty jsou Definovány tím، že jsou kontinuální s rovinou plazmatické membrány (bez invaginace) a chybí u nich rozpoznávací morfologické znaky. Na Druhé straně kaveoly tvoří invaginace plazmatické membrány، tvarem připomínající baňku، obahují kaveolinové protein a jsou to nejsnadněji pozorované struktury v lipidových raftech. Kaveoliny jsou široce exprimovány v cévách v mozku، v endotelových buňkách، astrocytech، oligodendrocytech، Schwannových buňkách، dorsálních kořenových gangliích a neuronech hippocampu. Planární rafty obsahují flotillinové بروتيني nacházejí se v neuronech a leukocytech ، kde nejsou přítomny kaveoly. Oba typy raftů mají podobné lipidové složení (jsou obohacené na cholesterol a sfingolipidy). Flotilliny a kaveoliny mají schopnost přivádět do lipidových raftů signální molekuly، a hrají tak důležitou roli například v signální transdukci neurotransmiterů. Tyto mikrodomény prostorově Organizují signální molekuly، a tím usnadňují jejich interakce، které jsou nezbytné pro signální transdukci. Mohou ale také signální molekuly oddělovat، brání tedy jejich interakci a implují signalizaci. [19]

Signální transdukce na buněčné úrovni znamená proces، při kterém buňka převádí jeden druh signálu nebo stimulu na jiný. Přenos Signálu nebo stimulu může být jednoduchý ، مستقبلات molekulou asociovan. Komplexnější signální transdukce zahrnuje spřažení interakce ligand-receptor s mnoha dalšími intracelulárními ději. Tyto děje zahrnují fosforylace tyrosinovými kinázami a / nebo serin / threoninovými kinázami. [20] سبيسيفيتا هو إشارة قوية للغاية ، أبي موهلي efektivně reagovat na změny v prostředí. Toho je částečně dosaženo diferenciální lokalizací proteinů، které se účastní signálních drah. V plazmatické membráně může být této kompartmentalizace dosaženo pomocí lipidových raftů. [21] Jedním ze způsobů، jak můžeme uvažovat o lipidových raftech، je، že po aktivaci receptoru ligandem dochází ke shlukování malých raftů do větších signalčních platforem. [22] Jestliže se aktivace receptoru odehrává v lipidovém raftu، je signalizační komplex chráněn před neraftovými molekulami، jako mohou být například membránové fosfatázy. Asociace proteinů s rafty tedy přivádí protein do nového mikro-prostředí، kde může být jejich fosforylační stav modifikován zde přítomnými kinázami، což může spouštět následnou [23] Lipidové rafty hrají roli v mnoha signálních procesech، jako je signalizace receptoru pro imunoglobulin E، antigenně specifického receptoru T a B lymfocytů، receptoru pro EGF، insulin a tak dále.

مستقبلات Signalizace pro imunoglobulin E Editovat

U signalizace receptoru pro imunoglobulin E byla poprvé přesvědčivěonstrována úloha lipidových raftů v signální transdukci. [24] [25] [26] Důkazy pro tento fakt zahrnovaly: sníženou rozpustnost Fc-epsilon receptorů (FcεR) v Tritonu X-100 po prokřížení receptorů [24] ، tvorbu shluků vizualizovatelkosinchírotein [27] [28] إنزيم IgE po depleci cholesterolu pomocí methyl-beta-cyklodextrinu. [29] Signalizace z receptoru pro IgE probíhá takto: IgE se váže na Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon receptory (Fc-epsilon، které jsou svými Fc segy kotveny v plazmatické membráně žírných buněk a bazofilů. FcεR je tetramer، který se skládá z jednoho α، jednoho β a dvou γ řetězců. [26] Jedna molekula FcεR váže jednu molekulu IgE. α řetězec váže IgE، zatímco zbývající obahují obahují ITAM motivy (مستقبلات التنشيط المناعية القائمة على التيروزين). Naváže-li se potom oligomerní antigen na IgE molekuly navázané na svých receptorech، dochází k prokřížení jednoho nebo více těchto receptorů. Toto prokřížení vede k interakci s acylovanou nereceptorovou kinázou Lyn z rodiny Src، která fosforyluje receptorové ITAMy. Na tyto fosforylované ITAMy se pak váže kináza z rodiny Syk a iniciuje signální kaskádu. [24] [25] Syk může poté aktivovat další protein، například adaptorové z rodiny SLP-76، které přichází do raftu a amplifikují signál. [30]

T buněčná signalizace Editovat

T buněčný antigenně مستقبلات محددة (TCR) je molekula nacházející se na povrchu T lymfocytů (T buněk). Skládá se z αβ-heterodimerů، CD3 (γδε) komplexu a ξ-homodimeru. Extracelulární ásti α- a β-podjednotek obsahují vazebná místa pro antigenní peptid prezentovaný na MHC molekulách na povrchu antigen prezentujících buněk. CD3 a ξ-podjednotky obahují ve své intracelulární ásti ITAM motivy. MHC molekuly přivádí během signalizace dvě nebo více receptorů TCR k sobě. Toto prokřížení pak vede، podobně jako u IgE signalizace، k fosforylaci ITAMů kinázami z rodiny Src. [31] [32] Na fosforylované ITAMy se pak váže kináza ZAP-70 (podobně jako u signalizace IgE z rodiny Syk، ale jiný zástupce)، což vede k její aktivaci، aktivaci adaptorové moleiksuly. Dalším rozdílem mezi signalizací IgE a TCR je، že aktivace Lck po stimulaci TCR může vést k vraznějšímu klastrování raftů، a tedy k větší amplifikaci signálu. [33] [34] Jednou z možností Negativní regulace signalizace TCR je vazba cytosolické kinázy Csk n asociovan rafty CBP. Csk pak může prostřednictvím inhibiční fosforylace inhibovat kinázy z rodiny src. [35]

Buněčná signalizace Editovat

Buněčný antigenně مستقبلات محددة (BCR) je tvořen membránově vázanou molekulou imunoglobulinu (mIg) a heterodimerem Igα / Igβ. Igα a Igβ obsahují ITAM دافع. بروتوكولات الإشارة BCR je podobný jako u IgE a TCR. Lipidové rafty hrají ale také úlohu v mnoha dalších událostech podílejích se na aktivaci buněk B. Kromě signalizace BCR sem patří modulování signalizace koreceptory، signalizace CD40، doocytóz a antivan transport účast na prezentaci antigenu T buňce. [36]

Lipidové rafty se také uplatňují v ději zvaném raft-Basední endocytóza ، a to kaveolární nebo nekaveolární (obojí nezávislé na klatrinu).

Pro vznik kaveolárních endocytických váčků je důležitá schopnost proteinu kaveolinu vytvářet oligomery (14-16 molekul) pomocí jeho oligomerizační domény. إلى vede v plazmatické membráně ke vzniku mikrodomén bohatých na kaveolin. Zvýšení obsahu cholesterolu a vložení „scaffolding“ domény kaveolinu do membrány zde pak vede k expanzi kaveolární invaginace a vzniku endocytického váčku. Váček je od plazmatické membrány odštěpen pomocí proteinu dynamin II، který je lokalizován na krčku vznikajícího váčku. Tento druh endocytózy se uplatňuje například při transcytóze albuminu v endoteliálních buňkách nebo insulinového receptoru v primárních adipocytech. [37]

Nekaveolární تعتمد على الطوافة endocytóza může být závislá nebo nezávislá na dynaminu. Na dynaminu závislou a klatrinu nezávislou endocytózou jsou například v lymfocytech konstitutivně interiorizovány receptory pro interleukin-2، lokalizované v lipidových raftech. Naopak na dynaminu nezávislá endocytóza se podílí například na pinocytóze nebo na interizaci CT-B v myších embryonálních fibroblastech. [37]

Lipidové rafty také vytvářejí signalizační platformy pro spouštění jak proapoptotických، tak protiapoptotických drah. Lipidové rafty mohou ovlivňovat důležité apoptotické signalizační události ، مستقبلات jako je aktivace apoptotických ، aktivace nebo deaktivace proteinových kináz a změna intracelulárníkonkentrace v. Toho využívá ada protinádorových léčiv، která jsou schopná narušit Integritu lipidových raftů، a tím spustit apoptózu u nádorových buněk. [38]

Lipidové rafty se také uplatňují v buněčné adhezi a migraci، což jsou děje nezbytné například pro invazi nádorových buněk. Bylo ukázáno ، že změna koncentrace cholesterolu mění regulovanou membránovou lokalizaci molekuly CD44 ، která je nezbytná pro zvýšení adhezivity a migrace nádorových buněk. Organizace lipidových raftů také ovlivňuje funkci exchaninů، které jsou důležité pro mezibuněčný kontakt a kontakt s extracelulární matrix. Lipidové rafty jsou také potřeba pro vznik invadopodií، například u buněk rakoviny prsu. Invadopodia jsou výběžky invazivních nádorových buněk ، مصفوفة které zajišťují تدهور extracelulární ، a usnadňují tak buňkám migraci. [39]

Jeden z hlavních důvodů ke kontroverzi okolo lipidových raftů pramení z námitek ohledně studia raftů v živých buňkách، které se nenachází v termodynamické rovnováze. [19] Lipidové rafty jsou malé mikrodomény o velikosti pohybující se mezi 10 a 200 nm [4]، tedy pod rozlišovací schopností světelného mikroskopu، a je tak get né vizualizmoat. V současné době jsou studovány syntetické membrány، jejichž používání mále několik nevýhod. Za prvé، ve srovnání s biomembránami mají syntetické membrány nižší koncentraci proteinů. Také jené modelovat interakce membrány s cytoskeletem، které jsou u biomembrán přítomny. Mezi další úskalí patří nepřítomnost přirozené asymetrie a nemožnost studovat membrány v nerovnovážných podmínkách. [4] [40] Navzdory těmto nedostatkům je fluorescenční mikroskopie pro studium lipidových raftů asto používaná. Například jsou využívány fluorofory konjugované s B-podjednotkou choleratoxinu (CT-B) ، která se váže na složku raftů ، gangliosid GM1. Používají se také lipofilní membránové barvy، které se buď dělí mezi lipidové rafty a okolní membránu، nebo mění své fluorescenční vlastnosti podle fáze membrány. Příkladem takové barvy je Laurdan. Rafty mohou být také značeny za pomoci exprese fluorescenčních fúzních proteinů، například Lck-GFP.

Jednou z nejpoužívanějších metod pro studium lipidových raftů je manipulace s cholesterolem. Možnostmi jsou sekvestrace (pomocí filipinu ، nystatinu nebo amfotericinu) ، deplece a odstranění (pomocí methyl-beta-cyklodextrinu) تثبيط nebo syntézy cholesterolu (مثبط pomocíů HMGá-CoA). Tyto přístupy například umožňují pozorovat účinky snížení hladiny cholesterolu na signalizaci neurotransmiteru. [19]

Sharma a kolegové použili vysokorozlišovací mikroskopii v kombinaci s matematickým modelováním a ukázali، že se raftové protein shlukují do nanoklastrů s poloměrem 5–20 nm. ديل باك pomocí الحنق (مضان بالرنين نقل الطاقة) mikroskopie ukázali، زي frakce (20-40٪) GPI-kotvených proteinů حد ذاته shlukuje القيام klastrů س poloměru 4-5 نانومتر في زي každý TENTO klastr حد ذاته skládá ض několika مالا různých proteinů GPI-kotvených . [41] Aby se zamezilo problémům s malou velikostí a dynamickou strukturou، používají se také chlazené citlivé CCD kamery، sledující pouze jednu částici، a TIRF (إجمالي الانعكاس الداخلي المتألق). إلى umožňuje zjistit míru diffúze částic a ohraničení jejich pohybu. [42]

Jsou také používány další valší optické techniky: pomocí FCS / FCC spektroskopie (الارتباط الفلوري مطياف الارتباط المتبادل) [19]

Dalšími metodami jsou AFM (الفحص المجهري للقوة الذرية) mikroskopie ، SICM (الفحص المجهري لتوصيل الأيونات) mikroskopie ، مقياس التداخل duální polarizační ، مقياس nukleární magnetická rezonance (NMR) ، i když fluoresstíkopnie domina. V budoucnu بواسطة mohly být problémy plynoucí z difrakčního limitu překonány superrozlišovací mikroskopií ، jako je STED (استنفاد الانبعاث المحفز) mikroskopie ، nebo dalšími druhy mikroskopie. [43]

Metody používané pro analýzu lipidových raftů dále zahrnují ELISA ، الغرب النشاف A FACS. [44] [45] [46]

Navzdory velkému množství experience، využívajících několik metod، není zatím role lipidových raftů v buněčné signalizaci، transportu a struktuře jasná، a dokonce i samotná being raftmre jeatemontná being raftmre jeatemontná وجود raftmre. [47]

Mezi argumenty protiesentenci lipidových raftů patří:

  • Mezi Lα a Lo fázi بواسطة měloesentovat hraniční napětí (خط التوتر). إلى bylo pozorováno na modelových membránách، ale ne v živých systémech.
  • Neexistuje žádný konsensus ohledně velikosti lipidových raftů. Pohybuje se mezi 1 a 1000 nm.
  • Není známa doba وجود lipidového raftu. أنا kdyby rafty موجودات ، mohly بواسطة موجودات جين فيلمي krátkou dobu ، která بواسطة byla pro biologické procesy bezvýznamná.
  • Celá membrána může موجودات ضد Lo fázi.

Protiargumentem proti poslednímu bodu je، že Lo fáze lipidových raftů je těsněji uspořádaná díky intermolekulárním vodíkovým můstkům mezi sfingolipidy a cholesterolem. [48]

Další spor se týká efektivity rozrušování lipidových raftů během experienceů. Pike a Miller poukazují na potenciální problém při využití deplece cholesterolu pro určení funkce raftu. [49] íkají، že většina vědců používá pro depleci cholesterolu metodu، která narušuje i strukturu lipidu známého jako PI (4،5) P2. PI (4،5) P2 hraje důležitou roli v regulaci buněčného cytoskeletu ، a jeho odstranění může tedy vést ke stejným výsledkům jako deplece cholesterolu، například k laterální dibrúzi protein. Kwik s kolegy tedy uzavřeli، že ztráta určité buněčné funkce po depleci cholesterolu nemusí být nutně způsobena rozrušením lipidových raftů، protože mohou být ovlivněnyaf i procesy. [50] [51] Také se myslí، že lipidové rafty jsou nějakým způsobem spojeny s البروتين. Edidin ale oponuje ، že البروتيني přitahují raftové lipidy přes své acylové řetězce. [52]


تنظيم الأغشية وطوافات الدهون

تتكون أغشية الخلايا من طبقة ثنائية للدهون ، تحتوي على بروتينات تمتد على الطبقة الثنائية و / أو تتفاعل مع الدهون على جانبي الوريقتين. على الرغم من أن التطورات الحديثة في تحليلات الدهون تظهر أن الأغشية في الخلايا حقيقية النواة تحتوي على مئات الأنواع المختلفة من الدهون ، إلا أن وظيفة هذا التنوع الدهني تظل غامضة. الهيكل الأساسي لأغشية الخلايا هو طبقة ثنائية الدهون ، تتكون من وريقتين متقابلتين ، تشكلان سائلًا ثنائي الأبعاد بخصائص رائعة مصممة لأداء الوظائف التي تتطلبها الخلايا. لتنسيق هذه الوظائف ، طورت الطبقة الثنائية الميل لفصل مكوناتها بشكل جانبي. تعتمد هذه القدرة على عدم الامتزاج الديناميكي بين السائل والسائل وتكمن وراء مفهوم الطوافة للتجزئة الفرعية للغشاء. يجمع هذا المبدأ بين إمكانية التجميع الذاتي للكوليسترول السفينجوليبيد وخصوصية البروتين لتركيز وتنظيم النشاط الحيوي للغشاء. سنراجع هنا المبادئ الناشئة لهندسة الأغشية مع التركيز بشكل خاص على تنظيم الدهون وتشكيل المجال.

الأرقام

الشكل الدهني والتنظيم فوق الجزيئي ...

الشكل الدهني والتنظيم فوق الجزيئي (تعدد الأشكال). يمكن تصنيف الدهون الفوسفورية على أنها أسطوانات (على سبيل المثال ، ...

تجميع الطوافة والتبرعم الناتج عن المجال. ...

تجميع الطوافة والتبرعم الناجم عن المجال. قبل التجميع ، ترتبط البروتينات بالأطواف (باللون الأحمر) إلى ...

حالات الانضباط للقوارب ...

حالات الانضغاط للطوافات. أطواف حالة الراحة عبارة عن تجمعات ديناميكية نانوية من طوافة ...

تعديلات البروتينات الدهنية مثل ...

تعديلات البروتينات الدهنية كمحددات لترابط الطوافة. ( أ ) أمثلة…


الاكتشاف والأدلة

تم اقتراح نموذج فسيفساء السائل Singer و Nicolson للأغشية البيولوجية في عام 1972. وبحلول أوائل الثمانينيات من القرن الماضي ، أصبح من الواضح أن دهون الأغشية تنفصل بشكل تفضيلي إلى أطوار مختلفة في ظل الظروف الفسيولوجية ، وبالتالي توجد كمزيج غير متجانس في الأغشية 3. تم اكتشاف الأطواف لأول مرة في التسعينيات عندما ظل جزء كبير من الغشاء مقاومًا لمنظف Triton X-100 عند 4 & # 730C 4. ومع ذلك ، كان لا يزال هناك سؤال حول ما إذا كان DRM هو قطعة أثرية من العلاج البارد. للإجابة على هذا السؤال ، تم قياس نقل طاقة الرنين (RET) في الخلايا التي تعبر عن نوعين من نظائر الفولات الفلورية المرتبطة بالغشاء ، ومستقبلات الفولات المثبتة بواسطة GPI ومستقبلات الفولات المثبتة عبر الغشاء 5. تم توقع أن يتحول المسبار المرتبط بـ GPI إلى مجالات DRM ، بينما لم يكن المسبار المثبت عبر الغشاء كذلك. لم يزد المسبار المرتبط بـ GPI و rsquos RET مع زيادة كثافة المسبار ، مما يشير إلى أن المجسات كانت غير متجمعة عشوائيًا بتوزيع مكاني أقل من دقة المجهر. زاد المسبار المثبت عبر الغشاء و rsquos RET خطيًا مع زيادة الكثافة ، مما يشير إلى أنه تم توزيعهما بشكل عشوائي في جميع أنحاء الغشاء. أيضًا ، عندما تم استخلاص الكوليسترول من الغشاء ، وجد أن المجسات المثبتة على GPI موزعة عشوائيًا. تشير هذه البيانات إلى أن أطواف DRM حقيقية في الواقع.

جاء دليل رئيسي آخر على وجود الطوافات من تجارب الارتباط المتبادل للبروتين الغشائي 6. تم ربط بروتينات الغشاء عن طريق تجميع بروتين معين بجسم مضاد وربط البروتينات القريبة مع مثبتات الألدهيد. تم تجميع بروتينات الغشاء المرتبطة بطوافات DRM ، في حين أن البروتينات غير المرتبطة بأطواف DRM لم تتجمع مع بروتينات الطوافة. يشير القرب الوثيق من البروتينات المرتبطة بالطوافة إلى أن أطواف DRM هي نطاقات دقيقة غشائية حقيقية.


مراجع

مقالات أصلية

بومغارت ، ت. وآخرون. فصل طور السوائل / السوائل على نطاق واسع للبروتينات والدهون في حويصلات غشاء البلازما العملاقة. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 104, 3165–3170 (2007)

Baumgart، T.، Hess، S. T. & amp Webb، W. W. تصوير مجالات السوائل المتعايشة في نماذج الأغشية الحيوية التي تقارن انحناء وتوتر الخط. طبيعة سجية 425, 821–824 (2003)

دياز روهرر ، ب. وآخرون. رابطة الغشاء هي أحد العوامل المحددة لتوطين غشاء البلازما. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 111, 8500–8505 (2014)

كومورا ، ن. وآخرون. التفاعلات القائمة على الطوافة من gangliosides مع مستقبلات GPI. نات. تشيم. بيول. 12, 402–410 (2016)

سيزجين ، إي وآخرون. توضيح بنية الغشاء وسلوك البروتين باستخدام حويصلات غشاء البلازما العملاقة. نات. بروتوك. 7, 1042–1051 (2012)

مقالات لها صلة

سيزجين ، إي وآخرون. سر تنظيم الغشاء: تكوين وتنظيم وأدوار أطواف الدهون. نات. القس مول. خلية بيول. 18, 361–374 (2017)


تعمل شظايا الانقسام للمكون التكميلي الثالث (C3) على تعزيز إنتاج الصفائح الدموية المشتق من العامل -1 (SDF-1) أثناء كثرة الصفيحات التفاعلية التالية للنزيف

افترضنا أن شظايا انشقاق المكون التكميلي الثالث (C3) (C3a و (des-Arg) C3a) متورطة في كثرة الصفيحات المرتبطة بالإجهاد / الالتهاب ، وبحثنا في دورها المحتمل في كثرة الصفيحات التفاعلية التي يسببها النزيف. وجدنا أن تعداد الصفائح الدموية أقل في الفئران التي تعاني من نقص C3 استجابة للنزيف المفرط مقارنة بزملائه العاديين وأن C3a و (des-Arg) C3a يعززان العامل المشتق من اللحمية -1 (SDF-1) المعتمد على الخلايا العملاقة (Megs) الهجرة والالتصاق وتساقط الصفائح الدموية. على المستوى الجزيئي ، يحفز C3a في Megs MAPKp42 / 44 الفسفرة ، ويعزز دمج CXCR4 في أطواف الدهون الغشائية مما يزيد من استجابة Megs لـ SDF-1. وجدنا أن اضطراب تكوين طوافة الدهون بواسطة الستاتينات يقلل من إنتاج الصفائح الدموية المعتمدة على SDF-1 / C3a في المختبر وفي نموذج الستاتينات في الجسم الحي يحسن كثرة الصفيحات بعد النزيف. وبالتالي ، يمكن أن يؤدي تثبيط تكوين طوافة الدهون إلى تطبيق سريري محتمل كوسيلة لتخفيف بعض أشكال كثرة الصفيحات.


النقاط الرئيسية

تتكون أطواف الدهون من مجموعات ديناميكية من الكوليسترول والدهون السفينجولية في النشرة الخارجية للطبقة الدهنية الثنائية.

يمكن أن تتضمن أطواف الدهون أو تستبعد البروتينات بشكل انتقائي ، ويمكن تعديل ألفة طوافة من بروتين معين بواسطة محفزات داخل أو خارج الخلية.

إنها صغيرة جدًا بحيث لا يمكن رؤيتها بواسطة تقنيات المجهر القياسية. It is also not possible to isolate lipid rafts in their native state. Detergent-resistant membranes, containing clusters of many rafts, can be isolated by extraction with Triton X-100 or other detergents on ice.

Raft association of proteins can be assayed by manipulating the lipid composition of rafts. If cholesterol or sphingolipids are depleted from membranes, lipid rafts are dissociated, and previously associated proteins are no longer in rafts.

There is great confusion in the nomenclature for lipid rafts, and Table 2 proposes a new nomenclature.

Rafts are involved in signal transduction. Crosslinking of signalling receptors increases their affinity for rafts. Partitioning of receptors into rafts results in a new micro-environment, where their phosphorylation state can be modified by local kinases and phosphatases, modulating downstream signalling.

Raft clustering could also be involved in signal transduction. Several rafts coalesce, resulting in amplification of the signal.

Some examples for such raft-dependent signalling processes are IgE signalling during the allergic response, T-cell activation and GDNF signalling.

Rafts are also necessary for Hedgehog signalling during development but the mechanism is very different. Hedgehog is a membrane-bound ligand and needs to be released from its cell of origin so it can signal to cells several layers away. It can be released from the cell when it is anchored in rafts through its cholesterol moiety.


CONCLUDING REMARKS

The advent of the concept of lipid rafts in 1997 (19) has changed our view of the role cellular membranes in cell signaling regulation. Over the last two to three decades, a great deal of evidence has led to the conclusion that these membrane domains act as platforms for the recruitment of signaling processes that regulate cell fate, thus suggesting the presence of different types of lipid rafts, including survival- and apoptotic-promoting rafts ( Fig. 3 ). Increasing evidence shows that membrane rafts provide platforms where a number of receptors and downstream signaling molecules are brought together, thus facilitating and fostering their interaction in a transient manner and eventually leading to the onset of a potent signaling pathway. Cancer cells show high levels of intracellular cholesterol and lipid rafts as compared with their non-tumorigenic counterparts, thus suggesting that formation of cholesterol-rich rafts is potentiated in tumor cells. Proteins and signaling processes involved in cancer development and progression, such as the IGF system and the PI3K/AKT pathway, as well as in metastasis (MUC1, CD44), are dependent on or modulated by lipid rafts ( Fig. 3 ). This could be an explanation for the higher cholesterol and raft levels found in cancer cells, thus favoring their cell survival and dissemination. However, the presence of lipid rafts can also become an Achilles’ heel for cancer cells. Evidence collected in the last two decades highlights the critical role of the recruitment of death receptors and downstream signaling molecules in lipid rafts for mounting an apoptotic response ( Figs. 3 , ​ ,4) 4 ) as well as the crucial role of the so-called CASMERs, recruiting and concentrating death receptors and downstream signaling molecules and acting as the linchpin from which a potent death signal is launched ( Fig. 5 ). Cancer is perhaps one the most complicated diseases to treat because of its genetic heterogeneity and complexity, and different tumors show distinct types of genetic alterations, oncogenic signaling, metabolic features, and epigenetic changes, which are responsible for tumorigenesis, and additional mutations or resistance processes can come up along the course of the disease, thus driving tumor progression. In this regard, an appealing approach to combat cancer would be to set in motion the apoptotic machinery of the cancer cell to induce its own demise (255, 256). Because CASMER formation directly recruits and triggers the death receptor apoptotic machinery, the potential for CASMER-based therapies seems very promising in the treatment of cancer, in a rather general way, as well as in other pathologies where stimulation of apoptosis is defective (255, 256). CASMER-mediated direct activation of apoptosis opens a new avenue in cancer therapy, which would be apparently independent of tumor suppressor genes (e.g., ص 53) and sensors, which are frequently mutated in cancer (82, 255). Nevertheless, a putative limitation could reside in the feasibility to generate CASMER and in its heterogeneity in both composition and ability to generate apoptotic signals in different malignant cell populations. Ideally, optimization of this raft-mediated approach of promoting cancer cell suicide by apoptosis could be useful for a large variety of different tumors. Membrane rafts housing survival signaling might be important for cancer development and drug-resistance, and membrane rafts housing apoptotic signaling might provide a new avenue to promote cell death in cancer cells. Membrane rafts are heterogeneous in terms of their protein and lipid contents, leading to the existence of functionally distinct raft populations (295, 296), acting as signaling hubs that can cross-talk or coalesce to modulate cell function. Furthermore, the protein profile of membrane rafts varies both spatially and temporally, and actin cytoskeleton, posttranslational protein modifications as well as protein-protein and protein-lipid interactions play pivotal roles in generating the precise raft architecture. Membrane rafts can also be localized to different regions of the cell and can behave as cargo wagons playing a critical role in the communication between different cellular compartments, transporting molecules and modulating the function of each subcellular organelle. The fact that the antitumor ether lipid edelfosine can reorganize membrane raft composition, displacing PI3K/AKT survival signaling from rafts in MCL, leading to AKT inhibition, while it induces recruitment of Fas/CD95 and downstream cell death signaling molecules in rafts, suggests that modulation of survival and apoptotic signaling routes via rafts might be a promising and appealing approach, as well as a pharmacologically viable strategy, for cancer therapy. However, the physicochemical principles responsible for compartmentalization in membrane rafts and the molecular mechanisms by which they are functionalized remain to be elucidated. On these grounds, several open questions in the membrane domain field need to be answered before we move forward implementing the above mentioned raft-mediated therapeutic approach. What are the mechanisms that drive raft formation and determine their properties? How many different raft subtypes can coexist in a cancer cell type? What is the role of complex lipidome in the generation of different membrane rafts? What is the role of cholesterol and membrane lipidomics in spatial raft coalescence and raft-mediated connections between different subcellular organelles? How is membrane compartmentalization integrated into cellular signaling? Are survival-promoting rafts different from the apoptotic-promoting rafts? Can these survival- and apoptotic-promoting rafts interact, influence, or transform each other? How are these raft-mediated signaling processes turned on and off? What are the mechanisms involved in the recruitment of Fas/CD95 and downstream signaling molecules in lipid rafts leading to a functional cell death-promoting raft platform? Although many questions remain to be solved, modulation of survival and apoptotic signaling through membrane rafts could be a promising and appealing approach in the treatment of cancer, highlighting the potential of lipid rafts as a novel therapeutic target in cancer therapy.


شاهد الفيديو: شرح الأحياء للصف السادس الاحيائي الفصل الاول الخلية خلايا حقيقية النواة الحلقة 3 الجدار الخلوي (ديسمبر 2022).